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细胞简介：大鼠腮腺细胞分离自腮腺组织；腮腺是哺乳类动物口腔中位于下颌角处的最大唾液腺，位于外耳道的前下方，下颌后窝内及下颌支的深面。腮腺也是某些无尾目动物颈部有毒皮肤腺的聚集体；唾液腺有3对，腮腺、舌下腺和颌下腺，其中***一对是腮腺。腮腺细胞是高度分化的上皮源性细胞，是一种营养需要复杂、在一般合成培养基中不易生长，体外培养比较困难。目前，DMEM培养液被认为较适于腺细胞的培养。加入一定量的血清更有利于细胞的生长、增殖与分化。另外，接种的细胞密度也是培养成功的关键因素之一，尤其是在腺细胞这种单层细胞培养时，接种的细胞总数量和生长基质表面的细胞密度对整个细胞的生长均有影响。

方法简介：实验室分离的大鼠腮腺细胞采用胶原酶-胰蛋白酶联合消化后差速贴壁，结合上皮细胞专用培养基培养筛选制备而来，总量约为5×10⁵cells/瓶。

质量检测：实验室分离的大鼠腮腺细胞经PCK免疫荧光鉴定，纯度可达90%以上，且不含有HIV-1、HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。

培养信息：包被条件

培养基含FBS、生长添加剂、Penicillin、Streptomycin等

换液频率:每2-3天换液一次

生长特性：贴壁

细胞形态：梭形、多角形

传代特性：可传1-2代

消化液：0.25%胰蛋白酶大鼠腮腺细胞体外培养周期有限；建议使用配套的专用生长培养基及正确的操作方法来培养，以此保证该细胞的**培养状态。
材料与试剂准备

实验器材：无菌培养皿、移液管、离心管、CO₂培养箱、超净工作台、倒置显微镜、离心机等，所有器材需提前灭菌处理。

基础试剂：

细胞培养基：根据细胞类型选择专用培养基，如DMEM、RPMI-1640、MEM等，部分细胞需添加血清（胎牛血清FBS、新生牛血清NBS）或无血清替代物。

消化液：常用0.25%胰蛋白酶-EDTA溶液，用于组织解离；对于某些敏感细胞，可选用胶原酶、透明质酸酶等。

缓冲液：PBS（磷酸盐缓冲液）、Hanks平衡盐溶液（HBSS），用于冲洗组织和细胞。

其他：抗生素（青霉素、链霉素）、抗真菌剂（两性霉素B）、细胞冻存液（含10% DMSO和90%血清）。

原代细胞分离与培养流程

1. 组织样本处理

取材：从新鲜动物或人体组织中获取样本，操作需在无菌环境下进行，尽量缩短样本暴露时间。

清洗：用含抗生素的PBS反复冲洗组织，去除血液、脂肪等杂质。

剪碎：将组织剪成1-2mm³的小块，便于后续消化。

2. 细胞解离

酶消化法：将组织块加入消化液，37℃水浴孵育，期间轻轻摇晃，根据组织类型调整消化时间（通常15-60分钟）。

机械法：对一些难以酶解的组织，可采用研磨、过筛等方式分离细胞，但需注意避免过度机械损伤。

终止消化：加入含血清的培养基，中和消化酶活性，随后用滤网过滤细胞悬液，去除未消化的组织碎片。

3. 细胞接种与培养

离心收集：将过滤后的细胞悬液离心（1000-1500rpm，5-10分钟），弃上清，用培养基重悬细胞。

细胞计数：使用血细胞计数板或细胞计数仪测定细胞浓度，调整至合适的接种密度（通常1×10⁵-1×10⁶ cells/mL）。

培养条件：将细胞接种于培养瓶/皿中，置于37℃、5% CO₂、湿度95%的培养箱中培养，根据细胞类型定期更换培养基。

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